Todo lo que necesita saber

Lipofilling de la cara

Prof. Barbara Hersant MD, PhD.

Prof. Barbara HERSANT

Departamento de cirugía plástica, reconstructiva, estética y maxilofacial. Hospital Henri Mondor, Créteil, Francia.

Resumen

La ventaja del tejido adiposo es que es fácil de recoger y se puede utilizar para autoinjertos. 

El interés del "lipofilling ha sido considerado durante mucho tiempo como un voluminizadorpero el descubrimiento de su carácter trófico hizo el lipofilling el tratamiento de medicina regenerativa más utilizado en el campo de la regeneración de tejidos

  • De hecho, el tejido adiposo es una fuente potencial de células madre mesenquimales adultas (MSC) con múltiples potenciales de diferenciación. 
  • Células madre mesenquimales (MSC) se extraen de del cultivo de la fracción estromal vascular (FVE) consistente en una población heterogénea de células con propiedades regenerativas. 
  • El SVF se deriva de la digestión enzimática o del fraccionamiento mecánico del tejido adiposo. Por lo tanto, se considera un producto celular alternativo permitiendo liberarse de los pasos de cultivo y expansión celular de las MSC.
  • Desgraciadamente, en Francia, el uso de MSCs y SVF debe cumplir con las restricciones regulatorias, siendo productos de terapia celular o "Medicamentos de Terapia Innovadora", "ITM " (Directiva Europea 2009/12/CE), limitando así su uso por parte de los equipos de investigación para la validación clínica. 
  • Estas limitaciones han llevado a Desarrollar nuevas técnicas de transferencia de tejido adiposo sin necesidad de digestión o pasos de cultivo celular.. Así, el desarrollo de las cánulas permitiendo la recogida de "micro" lóbulos adiposos ha permitido el uso de grasa rica en células madre. 
  • Más recientemente, Tonnard et al. han descrito un técnica mecánica permitiendo grasa emulsionada o "nanofat". de una muestra de micrograsa. Según los autores, esta grasa emulsionada es rica en células progenitoras.

Estas herramientas de medicina regenerativa deben utilizarse y validarse para indicaciones específicas en cada campo quirúrgico.

I/ Lipofilling o injerto de grasa: una terapia avanzada.

El interés del lipofilling fue considerado durante mucho tiempo como "voluminizador", pero el descubrimiento de su carácter trófico (2000) hizo del lipofilling el tratamiento de medicina regenerativa más utilizado.

Estudios recientes han demostrado que fracción estromal-vascular del tejido adiposo representado un depósito de células precursoras con potencial pro-angiogénico era comparable a la de las células madre derivadas de la médula ósea (1). 

Además, se ha demostrado que células madre mesenquimales (WSC) también estaban presentes en el tejido adiposo. Por lo tanto, esta última representa una nueva reserva potencial de células pluripotentes que podría utilizarse en la medicina regenerativa.

Transferencia de grasa autóloga es un procedimiento que ya se ha aplicado para lograr el aumento de la pérdida de volumen de los tejidos blandos. Los injertos de grasa extraídos por la liposucción se reinyectan por vía subcutánea para devolver el volumen a las zonas defectuosas. 

Así, injerto de grasa se utiliza para corregir deformidades congénitas y heridas traumáticas complejas con pérdida de tejidos blandos, después de la cirugía oncológica, tras las secuelas de la radioterapia, etc. (2).

II/ Nuevas técnicas de transferencia de tejido adiposo rico en células progenitoras

  • Una de las limitaciones del uso de los MTI en la clínica es el tiempo y el coste necesarios para su amplificación in vitro.
  • Estas limitaciones han llevado al desarrollo de nuevos productos celulares.
  • Se han propuesto varias técnicas para la extracción de tejido adiposo. Coleman et al (3) describió una técnica que minimiza el traumatismo de los adipocitos. Utilizando una cánula de 2 agujeros de 3 mm con bordes redondeados conectada a una jeringa de 10 ml, la grasa se aspira manualmente retirando el émbolo. La cánula se empuja a través del sitio de la cosecha, el cirujano tira del émbolo de la jeringa y crea una ligera presión negativa que permite que los colgajos de grasa pasen a través de la cánula y la abertura Luer-Lock en la jeringa. Una vez llena, la jeringa se desconecta de la cánula, que se sustituye por un tapón que sella el extremo Luer-Lock de la jeringa. 
  • La grasa extraída en las jeringas se centrifuga a 3000 RPM (revoluciones por minuto) durante 3 minutos para aislar la grasa. 
  • Sin embargo, recientemente se ha demostrado que reducir el tiempo de centrifugación a 1 minuto es beneficioso para la viabilidad celular (4).
  • Tras la centrifugación, se observan tres capas: 
    • La primera capa incluye aceite, que puede eliminarse con un material absorbente, 
    • La segunda capa está formada por tejido adiposo,  
    • Y la tercera capa contiene sangre, líquido tisular y anestésico local y se expulsa por la base de la jeringa. 
    • La capa intermedia se utiliza para el injerto de grasa (5).
  • Se han desarrollado nuevas técnicas de extracción de grasa con cánulas de sólo 0,7 mm de diámetro, que se utilizan para tratar zonas delicadas de la cara, como los párpados y los labios.

III/ Se distinguen tres tipos de grasa

1 Grasa "Macrofat"

La grasa macroscópica se caracteriza por lóbulos de grasa con un diámetro de 2,4 mm.  La grasa macroscópica es de naturaleza más estructural y se inyecta fácilmente a través de una cánula de 18G o 19G (calibre). 

El macrofato se utiliza para el aumento estructural:

  • En las regiones temporales, 
  • Los compartimentos de grasa profunda de la mejilla:
    • Medial 
    • Prezigomático, 
    • La región piriforme, 
  • La mandíbula, 
  • La región lateral de las cejas, 
  • El puente nasal y la columela 
  • Así como la barbilla y los labios. 

La grasa macroscópica corre el riesgo de reabsorción, cistosteatonecrosis, quistes aceitosos e infección (6-8).

2 "Grasa micrograsa".

Microfat se caracteriza por lóbulos de grasa con un diámetro de 1mm obtenida mediante la eliminación de la grasa con Cánulas de 2 mm de diámetro con múltiples agujeros de menos de 1 mm cada uno. 

La cánula de micromuestreo tiene puertos específicamente diseñados para proporcionar una muestra de grasa formada por lóbulos de adipocitos calibrados en volumen. 

Las microcánulas de deposición tienen un diámetro calibrado al tamaño de las unidades celulares obtenidas con la cánula de muestreo. (Figura 1)

Microfat (micrograsa) se utiliza para la trofología, pero también para el relleno.

micrograsa
Figura 1: Recolección de microlipos en un circuito cerrado para evitar la oxidación y la contaminación de la grasa y utilizando cánulas con microagujeros para la recolección.
3 Grasa "nanofat"

"Nano-grasa o nano-grasa se caracteriza por lóbulos de grasa de 400 a 600 μm. La nano-grasa se obtiene tomando la micro-grasa emulsionada y pasándola entre dos jeringas de 10ml conectadas por un conector Luer-Lock hembra-hembra. Después de 3 minutos de transferencia continua (20 a 30 pases), la grasa se ha convertido en un líquido emulsionado de aspecto blanquecino rico en SVF.  A continuación, la grasa emulsionada se filtra a través de un filtro superfino para obtener la nano grasa (9).

El nanofat puede inyectarse fácilmente con un 27G, 30G, 32G.  Se trata de una siembra de células para la mejora de la troficidad.

Nano-grasas puede centrifugarse para eliminar los ácidos grasos libres y crear un gel que puede aplicarse en combinación con una crema que favorece la penetración dérmica y puede aplicarse mediante técnicas de mesoterapia, después de un rejuvenecimiento con láser o de un lifting facial.

En la cirugía plástica facial o injerto de grasa facial se utiliza una combinación de los tres tipos de injertos de grasa (10-13).

Tonnard y otros han tratado de determinar el contenido celular de los nanoinjertos (14). En su estudio, demostraron que los injertos de nanofibra carecían de adipocitos maduros y que la arquitectura nativa estaba alterada. Sin embargo, los nanoinjertos conservaron un rico suministro de células madre adiposas. Varios casos clínicos en los que se han utilizado injertos de nanofibra han mostrado una mejora de la calidad de la piel 6 meses después del procedimiento. 

Por lo tanto, el autor sugiere que, aunque los nanoinjertos no contienen adipocitos viables, su alto contenido en células madre es clínicamente útil en las indicaciones de rejuvenecimiento de la piel.

IV/ Asociación de PRP y lipofilling y aplicaciones clínicas

El PRP y el tejido adiposo se utilizan en diferentes áreas terapéuticas. (15)

Lipofilling-PRP en cirugía plástica
lookenmedicine

Figura 2: Restauración del volumen mamario tras una mastectomía parcial mediante lipofilling.

En cirugía plástica, reconstructiva y maxilofacial, el PRP en combinación con tejido adiposo se utiliza para :

  • Tratar las lesiones de la piel, 
  • Y para la curación de heridas, especialmente para el tratamiento de la pérdida de sustancias cutáneas de origen:
    •  Traumático, 
    • Post-infeccioso, 
    • Post-inflamatorio
  • La restauración de los volúmenes (Figura 2), 
  • Para el tratamiento de las cicatrices de quemaduras con el fin de mejorar la troficidad de la cicatriz (Figura 3) :
    • Cicatrices patológicas (cicatrices queloides), 
    • Injertos de piel, 
    • Radiodermitis 
    • Y úlceras en la piel 
  • Este es el caso del relleno de defectos patológicos como las lipodistrofias y las atrofias faciales. 
  • En la cirugía maxilofacial y estética, estos productos celulares se utilizan en 
    • Fisuras maxilofaciales, 
    • Lifting cervicofacial 
    • Y rejuvenecimiento facial. (16-19)
Figura 3: Lipofilling con fines tróficos para tratar una lesión de quemadura profunda.

Uso de nanofat y microfat en la cara

Por lo tanto, la inyección de nanofat en la cara podría tener un efecto estimulante en la diferenciación y regeneración de los tejidos (20). El aumento de la síntesis de elastina y la remodelación dérmica podrían ser inducidos por la actividad secretora de las células madre estimuladas mecánicamente por el método de la emulsión (21-23).

Mesguich Batel F. y otros (20) informaron en un estudio de una mejora de las líneas finas tras el tratamiento con el método nanofat. Además, los autores caracterizaron la composición de células madre de este método y demostraron la presencia en 1 cm3 de grasa emulsionada de 23.712 ± 7832 células/cm3 en comparación con el tejido adiposo no emulsionado, con una viabilidad celular de 85,1 ± 6,84 % y una proporción de 18,77 ± 6,2 % de células regenerativas.

Además, se ha demostrado que la inyección intradérmica de grasa emulsionada es segura: no se observó eritema, decoloración de la piel ni reacciones inflamatorias en todos los pacientes (20). (Figuras 4 y 5)

Figura 4: Caso 1: inyección de micrograsa y nanograsa con una mejora de la troficidad de la piel (Caso tratado por el Prof. Hersant)
Figura 5: Caso 2: inyección de micrograsa-nanofina y toxina botulínica (Caso tratado por el Prof. Hersant)

V/ La "fracción de estroma vascular" (FVE)

El FSV se aísla digiriendo la porción lipídica del lipoaspirado con colagenasa, separando el contenido en dos fases distintas: la fracción flotante de adipocitos maduros y los componentes celulares de interés en la fracción acuosa inferior (24-25). 

  • Esta separación puede mejorarse mediante centrifugación, pero sin embargo se puede conseguir una separación comparable mediante la separación de fases y la filtración por gravedad (26). 
  • La centrifugación es más eficaz, ya que también permite sedimentar todas las células presentes, mientras que la filtración puede diseñarse para capturar sólo los tipos celulares importantes en función de su tamaño, enriqueciendo así el cóctel celular específico. 
  • La centrifugación de la fracción acuosa produce un pellet rojizo que contiene células del FSV. 
  • Los eritrocitos, un contaminante importante en el pellet de FSV, pueden ser lisados para aislar una población más pura de células madre y/o células de SVF si están destinadas a la expansión in vitro (27). 
  • El FVS contiene una gran variedad de células: células madre mesenquimales, pericitos, células vasculares, fibroblastos, preadipocitos, monocitos, macrófagos, glóbulos rojos, tejido fibroso y matriz extracelular (MEC). 

Para las aplicaciones clínicas en medicina regenerativa, una de las ventajas del uso de la FSV es que puede utilizarse de forma extemporánea sin pasar por los pasos del cultivo celular.

  • El número de células madre contenidas en el SVF adiposo puede fluctuar considerablemente, ya que los pacientes pueden tener una textura y densidad de tejido adiposo diferentes (28).

VI/ Células madre de tejido adiposo

Células madre derivadas del tejido adiposo (ADSC) fueron caracterizadas por primera vez en 2001 y desde entonces han sido ampliamente estudiadas y utilizadas como una importante fuente de células con potencial regenerativo, con características similares a las de las células madre mesenquimales (MSC) (29-31). Las células madre son células capaces de autorrenovarse, de generar células hijas idénticas para mantener el conjunto de células madre y de diferenciarse en múltiples líneas celulares (progenitores con un potencial más restringido). 

        Caracterización de las MSC de tejido adiposo (potencial de diferenciación, proliferación, acciones paracrinas e inmunomoduladoras)

  • Varios estudios han demostrado la capacidad de las células madre del tejido adiposo para diferenciarse en linajes adipogénicos, osteogénicos y condrogénicos, e incluso en un linaje miogénico, dando lugar a músculo esquelético, músculo liso y cardiomiocitos (32). 
  • También se ha demostrado que las MSC tienen el potencial de diferenciarse en células de linaje ectodérmico y endodérmico, como células neuronales, células endoteliales, células epiteliales, hepatocitos, células pancreáticas y células hematopoyéticas (33-39). 
  • Además, también tienen un potencial de migración (40) y una capacidad de proliferación que puede ser estimulada por diversos factores de crecimiento. (41). 
  • Los principales efectos de las MSC están mediados por la actividad paracrina. Las ASC producen y secretan una amplia variedad de factores de crecimiento, citocinas y quimiocinas que pueden estar implicadas en la cicatrización de heridas al secretar factores de crecimiento angiogénicos y antiapoptóticos (42). 
  • Además, las MSC de tejido adiposo modulan los monocitos, los macrófagos y los linfocitos T y B induciendo la respuesta inmunitaria del huésped.
  • MSC de tejido adiposo en terapia celular
  • Una de las ventajas de utilizar MSC de tejido adiposo, y no la menor, es la facilidad de obtención de estas células. A diferencia de las células madre embrionarias, no plantean ningún problema ético. 
  • De hecho, se recuperan directamente de la grasa de los "residuos quirúrgicos", tras la dermolipectomía o la liposucción. De 300 mililitros de lipoaspirado se pueden obtener de 10 a 100 millones de células madre, de las cuales más de 90% serían viables (43). Se puede obtener un gran número de células madre en pocos pasajes.
  • Optimización de los protocolos de terapia celular con MSC de tejido adiposo
  • La medicina regenerativa, cuyo objetivo es estimular los mecanismos de reparación y regeneración de los tejidos, ofrece la posibilidad de combinar estrategias de tratamiento eficaces. 
  • Sin embargo, en este campo, los enfoques de ingeniería tisular propuestos hasta ahora han implicado la expansión in vitro de células autólogas o alogénicas (44). 
  • El futuro de la cirugía reconstructiva favorecerá la terapia celular autóloga, a ser posible extemporánea, para la regeneración de la piel. 
  • A pesar de los resultados prometedores en modelos animales de lesiones, el uso de ASCs (Células madre adiposas)  ha mostrado resultados contradictorios en los ensayos clínicos para la cicatrización de la piel (45), debido a la baja viabilidad de ésta tras el injerto.
  • En un estudio publicado en "International Stem Cells", demostramos que la combinación de PRP con la terapia celular mediante la inyección de MSC de tejido adiposo parece mejorar la curación de la piel en el modelo de ratón. 
  • De hecho, el tratamiento con la inyección de MSC y la combinación de MSC y PRP mejora significativamente la regeneración de la piel. 
  • El tiempo de cicatrización también mejoró significativamente con la combinación de MSC y PRP en comparación con la MSC sola, el PRP solo y el control. 
  • Pudimos explicar estos resultados preclínicos por la evidencia de una activación del secretoma de las MSC por el PRP, reflejada por una activación de la expresión transcripcional del VEGF y de la IL-6 derivada del ser humano en biopsias de ratones trasplantados y también por el aumento de la supervivencia de las MSC (46).

VII/ Aspectos legales y reglamentarios de la bioética

Derivados sanguíneos: normativa precisa

Los preparados de concentrado plaquetario autólogo (APC) se consideran productos sanguíneos humanos. 

      • Por lo tanto, están sujetos al artículo L. 1221-8 del Código de Salud Pública. 
      • En cambio, el Código de Salud Pública prevé la utilización de concentrados de plaquetas autólogas con fines terapéuticos en el marco de una única intervención médica, sin que se almacenen o preparen en una organización o establecimiento de terceros.
      • En un comunicado de prensa publicado el 10 de enero de 2018, la ANSM (Agencia Nacional de Seguridad del Medicamento y de los Productos Sanitarios) recuerda que el uso cosmético de concentrados de plaquetas autólogas (CPA), también conocido como el plasma rico en plaquetas (PRP), está prohibido en Francia. 
      • Por tanto, es el objetivo de la intervención (terapéutico o estético) el que determina la normativa aplicable. 
      • Por lo tanto, es posible utilizar el PRP en la cirugía funcional o reconstructiva (por ejemplo, en las cicatrices).

El uso de células madre es calificado por la ANSM como "productos celulares con fines terapéuticos" son células humanas utilizadas con fines terapéuticos autólogos, 

  • Cuando estos productos terapéuticos celulares son especialidades farmacéuticas u otros medicamentos de fabricación industrial (medicamentos de terapia avanzada - MTI), se rigen por las normas aplicables a los medicamentos. 
  • También entran en el ámbito de la farmacovigilancia.  

Los IMT son células o tejidos que han sido sometidos a una manipulación sustancial para obtener características biológicas, funciones fisiológicas o propiedades estructurales relevantes para la regeneración, reparación o sustitución prevista y/o las células o tejidos no están destinados a ser utilizados para la(s) misma(s) función(es) esencial(es) en el receptor y en el donante 

  • Según el Reglamento 1394/2007, la manipulación no sustancial incluye: el corte, la trituración, la centrifugación, la esterilización, la irradiación, la separación, la concentración, la criopreservación y la congelación.
  • Se definen cuatro categorías de IMT: IMT de terapia génica, IMT de terapia celular somática, IMT de ingeniería tisular y celular y medicamentos combinados de terapia avanzada (que combinan un IMT con un producto sanitario). 
  • Si no se fabrican industrialmente, se denominan preparados de terapia celular, incluso cuando se utilizan células humanas para transferir material genético. Por lo tanto, están sujetos a biovigilancia.
  • Tla terapia celular y el derecho de la bioética

Los productos celulares fabricados industrialmente con fines terapéuticos están sujetos a la obligación de obtener una autorización de comercialización antes de su puesta en el mercado. 

    • Deben fabricarse en establecimientos farmacéuticos autorizados.
    • Los preparados de terapia celular, que no se fabrican industrialmente, están sujetos a la autorización previa de la ANSM, que primero obtiene el dictamen de la Agencia de Biomedicina. 
    • Esta autorización se concede tras la evaluación de su proceso de preparación y almacenamiento y de sus indicaciones terapéuticas.
    • La ANSM también expide autorizaciones a los establecimientos u organizaciones que realizan actividades de preparación, almacenamiento, distribución y transferencia, con fines terapéuticos autólogos o alogénicos, de preparados de terapia celular. La autorización se emitirá previo dictamen de la Agencia de Biomedicina (47).
    • Manipulación no sustancial según el Reglamento (CE) 1394/2007 :
        1. Cortar
        2. Rectificado
        3. Centrifugación
        4. Esterilización
        5. Irradiación
        6. Separación, concentración
        7. Criopreservación, congelación

Conclusión:

  • Grasa emulsionada parece ser una alternativa sencilla a los procedimientos de terapia celular y a la preparación de SVF.
  • La inyección de adipocitos fragmentados presente en la grasa emulsionada y las citoquinas liberadas podrían, por tanto, tener un efecto estimulante en la diferenciación y regeneración de los tejidos.
  • En el campo de la medicina regenerativa, las bioterapias celulares ofrecen grandes perspectivas en muchas enfermedades cuyos recursos terapéuticos son actualmente insuficientes.
  • Además, el desarrollo de estos productos celulares se basa ahora en los avances en el conocimiento fundamental de los procesos fisiopatológicos subyacentes a la enfermedad en cuestión, pero también en el mecanismo de acción preciso de las células administradas.

Referencias

  • Zimmerlin L, Donnenberg VS, Pfeifer ME, Meyer EM, et al. Progenitores vasculares estromales en el tejido adiposo humano adulto. Citometría A 2010; 77:22-30.
  • Simonacci F, Bertozzi N, Grieco MP, Grignaffini E, Raposio E. Procedure, applications, and outcomes of autologous fat grafting. Ann Med Surg (Lond). 2017 Jun 27; 20:49-60.
  1. Coleman S.R. Injertos de grasa estructural: ¿el relleno ideal? Clin Plast Surg 200;28(1):111-119.
  2. Hoareau L, Bencharif K, Girard AC, Gence L, Delarue P, Hulard O, Festy F, Roche R. Efecto de la centrifugación y el lavado en la viabilidad del injerto adiposo: un nuevo método para mejorar la eficacia del injerto. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 2013 Mayo;66(5):712-9.
  3. Coleman SR. Injerto de grasa estructural: más que una carga permanente. Plast. Reconstr. Surg. 2006; 118: 108S-120.
  4. Eto H., Kato H., Suga H., Aoi N., Doi K., Kuno S. y Yoshimura K. El destino de los adipocitos después de un injerto de grasa no vascularizado: evidencia de la muerte temprana y la sustitución de los adipocitos. Plast Reconstr Surg 2012; 129:1081.
  5.  Alexander D, Bucky LP. Aumento mamario mediante preexpansión y trasplante de grasa autóloga - un estudio clínico radiológico. Plast Reconstr Surg 2011; 127:2451-2452.
  6. Spear SL, Pittman T. A prospective study on lipoaugmentation of the breast. Aesthet Surg J. 2014 Mar;34(3):400-8.
  7. Wei H, Gu SX, Liang YD, Liang ZJ, Chen H, Zhu MG, Xu FT, He N, Wei XJ, Li HM. Células madre nanofábricas con fibrina rica en plaquetas mejoran la remodelación del contorno facial y el rejuvenecimiento de la piel tras el trasplante de grasa estructural autóloga. Oncotarget. 2017 Jul 31;8(40):68542-68556.
  8. Cohen SR, Hewett S, Ross L, Delaunay F, Goodacre A, Ramos C, Leong T, Saad A. Células regenerativas para la cirugía facial: Biofilling y Biocontouring. Aesthet Surg J. 2017 Jul 1;37(suppl_3):S16-S32.
  9. Dasiou-Plakida D. Grandes inyecciones para el rejuvenecimiento facial: 17 años de experiencia en 1720 pacientes. J. Cosmet. Dermatol. 2003; 2: 119-125.
  10. Mazzola RF Quality Medical Edition; St. Louis, MO: 2009. Inyección de grasa: del relleno a la regeneración; pp. 373-422.
  11. Tonnard P, Verpaele A, Peeters G, Hamdi M, Cornelissen M, Declercq H. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg 2013; 132:1017-26.
  12. Chou TM, Chang HP, Wang JC. Concentrados plaquetarios autólogos en la terapia regenerativa maxilofacial. Kaohsiung J Med Sci. 2020 Feb 12.
  13. Picard F, Hersant B, Bosc R, Meningaud JP. La creciente evidencia para el uso de plasma rico en plaquetas en heridas crónicas diabéticas: Una revisión y una propuesta para un nuevo cuidado estándar. Wound Repair Regen. 2015 Sep;23(5):638-43
  14. Picard F, Hersant B, Bosc R, Meningaud JP. ¿Deberíamos utilizar el plasma rico en plaquetas como terapia complementaria para tratar las "heridas agudas", las "quemaduras" y las "terapias con láser": una revisión y una propuesta de lista de comprobación de criterios de calidad para futuros estudios? Wound Repair Regen. 2015 Mar-Apr;23(2):163-70.
  15. Hersant B., SidAhmed-Mezi M., Bosc R., Meningaud J.P. Autologous Platelet-Rich Plasma/Thrombin Gel Combined with Split-Thickness Skin Graft to Manage Postinfectious Skin Defects: A Randomized Controlled Study. Adv. Cuidado de las heridas de la piel. 2017; 30:502-508. 
  16. Hersant B, SidAhmed-Mezi M, Picard F, Hermeziu O, Rodriguez AM, Ezzedine K, Meningaud JP. Eficacia de los concentrados plaquetarios autólogos como terapia adyuvante a la escisión quirúrgica en el tratamiento de las cicatrices queloides refractarias a los tratamientos convencionales: un estudio prospectivo piloto. Ann Plast Surg. 2018 Ago;81(2):170-175.
  17. Davis NF, Cunnane EM, Quinlan MR, Mulvihill JJ, Lawrentschuk N, Bolton DM, Walsh MT. Biomateriales y medicina regenerativa en urología. Adv Exp Med Biol.2018; 1107:189-198.
  18. Dawood AS, Salem HA. Aplicaciones clínicas actuales del plasma rico en plaquetas en diversos trastornos ginecológicos: una valoración de la teoría y la práctica. Clin Exp Reprod Med. 2018 Jun;45(2):67-74.
  19. Jones IA, Togashi RC, Thomas Vangsness C Jr. The Economics and Regulation of PRP in the Evolving Field of Orthopedic Biologics. Curr Rev Musculoskelet Med. 2018 Dec;11(4):558-565.
  20. Yoshimura K., Sato K., Aoi N., Kurita M., Hirohi T. y Harii K. Lipotransferencia asistida por células para el aumento cosmético de las mamas: uso de apoyo de células madre/estromales derivadas del tejido adiposo. Aesthetic Plast Surg 2008; 32:56-57.
  21. Yoshimura K., Sato K., Aoi N., Kurita M., Inoue K., Suga H., Eto H., Kato H., Hirohi T. y Harii K. Lipotransferencia asistida por células para la lipoatrofia facial: eficacia del uso clínico de células madre adiposas. Dermatol Surg 2008; 34:1178.
  22. Chung C.W., Marra K.G., Li H., Leung A.S., Ward D.H., Tan H., Kelmendi-Doko A. y Rubin J.P. Tecnología de microesferas de VEGF para mejorar la vascularización en los injertos de grasa. Ann Plast Surg 69,213, 2012. 168
  23.  Lu F., Li J., Gao J., Ogawa R., Ou C., Yang B. y Fu B. Mejora de la supervivencia del trasplante autólogo de grasa humana mediante el uso de células madre derivadas del tejido adiposo transfectadas con VEGF. Plast Reconstr Surg 2009; 124:1437.
  24. Yuksel E., Weinfeld A.B., Cleek R., Wamsley S., Jensen J., Boutros S., Waugh J.M., Shenaq S.M. y Spira M. Aumento de la supervivencia del injerto de grasa libre con la administración local a largo plazo de insulina, factor de crecimiento similar a la insulina-I y factor de crecimiento de fibroblastos básicos mediante microesferas de PLGA/PEG. Plast Reconstr Surg 2000; 105:1712.
  25. Hamed S., Egozi D., Kruchevsky D., Teot L., Gilhar A. y Ullmann Y. La eritropoyetina mejora la supervivencia del tejido graso tras su trasplante en ratones desnudos. PLoS One 2010;5:13986.
  26. Marx RE. Plasma rico en plaquetas (PRP): ¿qué es PRP y qué no es PRP? Implant Dent. 2001; 10:225-228.
  27. Anitua E., Alkhraisat M.H., Orive G. Perspectivas y retos de la medicina regenerativa con plasma rico en factores de crecimiento. J. Control. Liberación. 2012; 157:29-38.
  28. Dohan Ehrenfest DM, Rasmusson L, Albrektsson T. Clasificación de los concentrados de plaquetas: del plasma puro rico en plaquetas (P-PRP) a la fibrina rica en leucocitos y plaquetas (L-PRF) Trends Biotechnol. 2009; 27:158-167.
  29. Weibrich G, Kleis WK, Hafner G, Hitzler WE, Wagner W. Comparación de los niveles de plaquetas, leucocitos y factores de crecimiento en el plasma enriquecido con plaquetas en el punto de atención, preparado con un kit Curasan modificado, con los preparados recibidos de un banco de sangre local. Clin Oral Implants Res. 2003; 14:357-162.
  30. Gonshor A. Técnica de producción de plasma rico en plaquetas y concentrado de plaquetas: antecedentes y proceso. Int J Periodontics Restorative Dent. 2002;22:547-557. 
  31. Roubelakis M.G., Trohatou O., Roubelakis A., Mili E., Kalaitzopoulos I., Papazoglou G., Pappa K.I., Anagnou N.P. El plasma rico en plaquetas (PRP) promueve la migración de células madre/estromales fetales y el proceso de curación de heridas. Stem Cell Rev. 2014; 10:417-428.
  32. Cross K.J., Mustoe T.A. Factores de crecimiento en la curación de heridas. Surg. Clin. N. Am. 2003; 83:531-545.
  33. Demidova-Rice T.N., Hamblin M.R., Herman I.M. Acute and impaired wound healing: Pathophysiology and current methods for drug delivery, part 2: Role of growth factors in normal and pathological wound healing: Therapeutic potential and methods of delivery. Adv. Cuidado de las heridas de la piel. 2012; 25:349-370.
  34. Hersant B, Bouhassira J, SidAhmed-Mezi M, Vidal L, Keophiphath M, Chheangsun B, Niddam J, Bosc R, Nezet AL, Meningaud JP, Rodriguez AM. ¿Debe activarse el plasma rico en plaquetas en los injertos de grasa? Un estudio en animales. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 2018 Mayo;71(5):681-690.
  35. Matsumoto D, Sato K, Gonda K, et al. Lipotransferencia asistida por células: uso de apoyo de células humanas derivadas del tejido adiposo para el aumento del tejido blando con lipoinyección. Tissue Eng. 2006; 12:3375-82.
  36. Zuk PA, Zhu M, Mizuno H, et al. Células multilíneas del tejido adiposo humano: implicaciones para las terapias basadas en células. Tissue Eng. 2001; 7:211-28.
  37. SundarRaj S, Deshmukh A, Priya N, et al. Desarrollo de un sistema y método para el aislamiento automatizado de la fracción vascular del estroma a partir de lipoaspirado de tejido adiposo. Stem Cells Int. 2015; 2015:1-11.
  38. Riis S, Zachar V, Boucher S, et al. Critical steps in the isolation and expansion of adiposedered stem cells for translational therapy. Expert Rev Mol Med. 2015; 17:11.
  39. Martin AD, Daniel MZ, Drinkwater DT, Clarys JP. Densidad del tejido adiposo, fracción lipídica adiposa estimada y adiposidad de todo el cuerpo en cadáveres masculinos. Int J Obes Relat Metab Disord. 1994;18(2):79-83.
  40. Bourin P, Bunnell BA, Casteilla L, Dominici M, Katz AJ, March KL, Redl H, Rubin JP, Yoshimura K, Gimble JM. Células estromales de la fracción vascular estromal derivada del tejido adiposo y células estromales/estromales expandidas derivadas del tejido adiposo en cultivo: una declaración conjunta de la Federación Internacional de Terapéutica y Ciencia Adiposa (IFATS) y la Sociedad Internacional de Terapia Celular (ISCT) Cytotherapy. 2013; 15:641-8.
  41. Gimble JM, Bunnell BA, Frazier T, Rowan B, Shah F, Thomas-Porch C, Wu X. Células madre/estromales adiposas: una introducción. Organogenesis. 2013 Jan-Mar;9(1):3-10.
  42. Nguyen A, Guo J, Banyard DA, Fadavi D, Toranto JD, Wirth GA, Paydar KZ, Evans GR, Widgerow AD.Fracción vascular estromal: ¿una realidad regenerativa? Parte 1: conceptos actuales y revisión de la literatura. J Plast Reconstr Aesthetic Surg. 2016; 69:170-9. 
  43. Bunnell BA, Flaat M, Gagliardi C, Patel B, Ripoll C. Células madre derivadas del tejido adiposo: aislamiento, expansión y diferenciación. Methods. 2008 Jun;45(2):115-20.
  44. Fraser J.K., Schreiber R., Strem B. Plasticidad de las células madre adiposas humanas hacia células endoteliales y cardiomiocitos. Nat. Clin. Praxis. Cardiovasc Med. 2006;3: S33-S37.
  45. Fujimura J., Ogawa R., Mizuno H., Fukunaga Y., Suzuki H. Neural differentiation of adipose-derived stem cells isolated from GFP transgenic mice. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005; 333:116-121.
  46. Planat-Benard V., Silvestre J.S., Cousin B. Plasticidad de las células del linaje adiposo humano hacia las células endoteliales: perspectivas fisiológicas y terapéuticas. Circulación. 2004; 109:656-663.
  47. Brzoska M., Geiger H., Gauer S., Baer P. Diferenciación epitelial de células madre adultas derivadas del tejido adiposo humano. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2005; 330:142-150.
  48. Banas A., Teratani T., Yamamoto Y. Células madre mesenquimales derivadas del tejido adiposo como fuente de hepatocitos humanos. Hepatología. 2007; 46:219-228.
  49. Timper K., Seboek D., Eberhardt M. Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells differentiate into insulin, somatostatin, and glucagon expressing cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006; 341:1135-1140.
  50. Corre J., Barreau C., Cousin B. Human subcutaneous adipose cells support complete differentiation but not self-renewal of hematopoietic progenitors. J. Cell Physiol. 2006; 208:282-288.
  51. Scanarotti C., Bassi A.M., Catalano M. Los preadipocitos humanos neurogénicos expresan isoformas de CYP1A. Chem. Biol. Interact. 2010; 184:474-483.
  52. Coradeghini R., Guida C., Scanarotti C. Estudio comparativo de la proliferación y la diferenciación hepática de células madre humanas derivadas del tejido adiposo. Cells Tissues Organs. 2010; 191:466-477.
  53. Aluigi M.G., Coradeghini R., Guida C. Compromiso preadipocitario de la neurogénesis 1: localización preliminar de moléculas colinérgicas. Cell Biol. Int. 2009; 33:594-601.
  54. Izadpanah R., Kaushal D., Kriedt C. La expansión in vitro a largo plazo altera la biología de las células madre mesenquimales adultas. Cancer Res. 2008; 68:4229-4238.
  55. Mizuno H, Tobita M, Uysal AC. Revisión concisa: Células madre derivadas del tejido adiposo como nueva herramienta para la futura medicina regenerativa. Células madre. 2012; 30:804-810.
  56. Rehman J, Traktuev D, Li J, et al. Secreción de factores angiogénicos y antiapoptóticos por las células estromales adiposas humanas. Circulation 2004; 109:1292-8.
  57. Locke M, Windsor J, Dunbar PR. Células madre humanas derivadas del tejido adiposo: aislamiento, caracterización y aplicaciones en cirugía. ANZ J Surg. 2009; 79: 235-244.
  58. Böttcher-Haberzeth S, Biedermann T, Reichmann E. Tissue engineering of skin. Quemaduras. 2010 Jun;36(4):450-60.
  59. Sorrell JM, Caplan AI. Administración tópica de células madre mesenquimales y su función en las heridas. Stem Cell Res Ther. 2010; 1:30.
  60. Hersant B, Sid-Ahmed M, Braud L, Jourdan M, Baba-Amer Y, Meningaud JP, Rodriguez AM. El plasma rico en plaquetas mejora el potencial de curación de heridas de las células madre mesenquimales a través de alteraciones paracrinas y del metabolismo. Stem Cells Int. 2019 Oct 31; 2019:1234263.
  61. Boucher, H., y Cras, A. (2018). Fármacos de terapia avanzada: regulación y aplicaciones clínicas. Revue Francophone Des Laboratoires, 2018(507), 44-51. 
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